一、电子显微镜与光学显微镜的主要区别
显微镜的分辨率取决于所用光的波长，1933年开始出现的电子显微镜正是由于使用了波长比可见光短得多的电子束作为光源，使其所能达到的分辨率较光学显微镜大大提高。而光源的不同，也决定了电子显微镜与光学显微镜的一系列差异。
根据电子束作用于样品的方式的不同及成像原理的差异，现代电子显微镜已发展形成了许多种类型，目前最常用的是透射电子显微镜（transmission electron microscope）和扫描电子显微镜(scanning electron microscope)，前者总放大倍数可在1000-1000000倍范围内变化，后者总放大倍数可在20-300000倍之间变化。本实验主要介绍这两种显微镜样品的制备。
二、器材
1.菌种 大肠杆菌（大肠埃希氏菌，Escherichia coli）斜面。
2.溶液或试剂 醋酸戊脂，浓硫酸，无水乙醇，无菌水，2%磷钨酸钠（pH6.5-8.0）水溶液，0.3%聚乙烯甲醛（溶于三氯甲烷）溶液，细胞色素c，醋酸铵，质粒pBR322。
3.仪器或其他用具 普通光学显微镜，铜网，瓷漏斗，烧杯，平皿，无菌滴管，无菌镊子，大头针，载玻片，细菌计数板，真空镀膜机，临界点干燥仪等。
三、操作步骤
（一）透射电镜的样品制备及观察
1.金属网的处理
光学显微镜的样品是放置在载玻片上进行观察。而在透射电镜中，由于电子不能穿透玻璃，只能采用网状材料作为载物，通常称为载网。载网因材料及形状的不同可分为多种不同的规格，其中最常用的是200-400目（孔数）的铜网。网在使用前要处理，除去其上的污物，否则会影响支持膜的质量及标本照片的清晰度。本实验选用的是400目的铜网，可用如下方法进行处理：首先用醋酸戊酯浸漂几小时，再用蒸馏水冲洗数次，然后再将铜网浸漂在无水乙醇中进行脱水。如果铜网经以上方法处理仍不干净时，可用稀释的浓硫酸（1：1）浸1~2分钟，或在1% NaOH 溶液中煮沸数分钟，用蒸馏水冲洗数次后，放入无水乙醇中脱水，待用。
2.支持膜的制备
在进行样品观察时，在载网上还应覆盖一层无结构、均匀的薄膜，否则细小的样品会从载网的孔中漏出去，这层薄膜通常称为支持膜或载膜。支持膜应对电子透明，其厚度一般应低于20nm；在电子束的冲击下，该膜还应有一定的机械强度，能保持结构的稳定，并拥有良好的导热性；此外，支持网在电镜下应无可见的结构，且不与承载的样品发生化学反应，不干扰对样品的观察，其厚度一般为15nm左右。支持膜可用塑料膜（如火棉膜、聚乙烯甲醛膜等），也可以用碳膜或者金属膜（如铍膜等）。常规工作条件下，用塑料膜就可以达到要求，而塑料膜中火棉胶膜的制备相对容易，但强度不如聚乙烯甲醛膜。
（1）火棉胶棉的制备
在一干净容器（烧杯、平皿或下带止水夹的瓷漏斗）中放入一定量的无菌水，用无菌滴管吸2%火棉胶醋酸戊酯溶液，滴一滴于水面中央，勿振动，待醋酸戊酯蒸发，火膜胶则由于水的张力随即在水面上形成一层薄膜。用镊子将它除掉，再重复一次此操作，主要是为了清除水面上的杂质。然后适量滴一滴火棉胶液于水面，火棉胶液滴加量的多少与形成膜的厚薄有关，待膜形成后，检查是否有皱折，如有，则除去一直待膜制好。
所用溶液中不能有水分及杂质，否则形成的膜的质量较差。待膜成型后，可以侧面对光检查所形成的膜是否平整及是否有杂质。
（2）聚乙烯甲醛膜（formvar 膜）的制备
①洗干净的玻璃板插入0.3% formvar溶液中静置片刻（时间视所要求的膜的厚度而定），然后取出稍稍晾干便会在玻璃板上便形成一层薄膜；
②用锋利的刀片或针头将膜刻一矩形；
③将玻板轻轻斜插进盛满无菌水的容器中，借助水的表面张力作用使膜与玻片分离并漂浮在水面上。
所使用的玻片一定要干净，否则膜难以从上面脱落；漂浮膜时，动作要轻，手不能发抖，否则膜将发皱；同时，操作时应注意防风避尘，环境要干燥，所用溶剂也必需有足够的纯度，否则都将对膜的质量产生不良影响。
3.转移支持膜到载网上
转移支持膜到载网上，可有多种方法，常用的有如下二种：
（1）将洗净的网放入瓷漏斗中，漏斗下套上乳胶管，用止水夹控制水流，缓缓向漏斗内加入无菌水，其量约高1厘米；用无菌镊子尖轻轻排除铜网上的气泡，并将其均匀地摆在漏斗中心区域；按2所述方法在水面上制备支持膜，然后松开水夹，使膜缓缓下沉，紧紧贴在铜网上；将一清洁的滤纸覆盖地漏斗上防尘，自然干燥或红外线灯下烤干。干燥后的膜，用大头针尖在铜网周围划一下，用无菌镊子小心将铜网膜移到载玻片上，置光学显微镜下用低倍镜挑选完整无缺、厚薄均匀的铜网膜备用。
（2）按2所述方法在平皿或烧杯里制备支持膜，成膜后将几片铜网放在膜上，再在上面放一张滤纸，浸透后用镊子将滤纸反转提出水面。将有膜及铜网的一面朝上放在干净平皿中，置40℃烘箱使干燥。
4.制片
透射电镜样品的制备方法很多，如超薄切片法、复型法、冰冻蚀刻法、滴液法等。其中滴液法，或在滴液法基础上发展出来的其他类似方法如直接贴印法、喷雾法等主要被用于观察病毒粒子、细菌的形态及生物大分子等。而由于生物样品主要由碳、氢、氧、氮等元素组成，散射电子的能力很低，在电镜下反差小，所以在进行电镜的生物样品制备时通常还须采用重金属盐染色或金属盐喷镀等方法来增加样品的反差，提高观察效果。例如负染色法就是用电子密度高，本身不显示结构且与样品几乎不反应的物质（如磷钨酸钠或磷钨酸钾）来对样品进行“染色”。由于这些重金属盐不被样品万分所吸附而是沉积到样品四周，如果样品具有表面结构，这种物质还能穿透进表面上凹陷的部分，因而在样品四周有染液沉积的地方，散射电子的能力强，表现为暗区，而在有样品的地方散射电子的能力弱，表现为亮区。这样便能把样品的外形与表面结构清楚地衬托出来。负染色法由于操作简单，目前在进行透射电镜生物样品制片时比较常用。本实验将主要介绍采用滴液法结合负染色技术观察细菌及核酸分子的形态。
（1）细菌的电镜样品制备
①将适量无菌水加入生长良好的细菌斜面内，用吸管轻轻拨动菌体制成菌悬液。用无菌滤纸过滤，并调整滤液中的细胞浓渡为108~109个/亳升。
②取等量的上述菌悬液与等量的2%的磷钨酸钠水溶液混合，制成混合菌悬液。
③用菌毛细吸管吸取混合菌悬液滴在铜网膜上。
④经3~5分钟后，用滤纸吸去余水，待样品干燥后，置低倍光学显微镜下检查，挑选膜完整、菌体分布均匀的铜网。
有时为了保持菌体的原有形状，常用戊二醛、甲醛、锇酸蒸气等试剂小固定后再进行染色。其方法是将用无菌水制备好的菌悬液经过过滤，然后向滤液中加几滴固定液（如pH7.2，0.15%的戊二醛磷酸缓冲液），经这样预先稍加固定后，离心，收集菌体，再用无菌水制成菌悬液，并调整细胞浓度为108-109个/毫升。然后按上述方法染色。
（2）核酸分子的电镜样品制备
核酸分子链一般较长，采用普通的滴液或喷雾法易使其结构受到破坏，因此目前多采用蛋白质分子膜技术来进行核酸分子样品的制备。其原理是：很多球状蛋白均能在水溶液或盐溶液的表面形成不溶的变性薄膜，在适当的条件下这一薄膜可以成为单分子层，由伸展的肽链构成一个分子网。当核酸分子与该蛋白质单分子膜作用时，会由于蛋白质的氨基酸碱性侧链基团的作用，使得核酸从三维空间结构的溶液构型吸附于肽链网而转化为二维空间的构型，并从形态到结构均能保持一定程度的完整性。最后将吸附有核酸分子的蛋白质单分子膜转移到载膜上，用负染等方法增加样品的反差后置电镜观察。可用展开法、扩散法、一步稀释法等使核酸吸附到蛋白质单分子膜上，本实验采用展开法。
①将质粒pBR322与一碱性球状蛋白溶液（一般为细胞色素c）混合，使浓度分别达到0.5-2 mg/ml和0.1mg/ml，并加入终浓度为0.5-1mol/L的醋酸铵和1mmol/L的乙二胺四乙酸二钠，成为展开溶液，pH为7.5。
②在一干净的平皿中注入一定下相溶液（蒸馏水或0.1-0.5mol/L的醋酸铵溶液），并在液面上加入少量滑石粉。将一干净载玻片斜放于平皿中，用微量注射器或移液枪吸取50μl的展开溶液，在离下相溶液表面约1cm左右的载玻片上前后摆动，滴于载玻片的表面，此时可看到滑石粉层后退，说明蛋白质单分子膜逐渐形成，整个过程约需2-3min。载玻片倾斜的角度决定了展开液下滑至下相溶液的速度，并对单分子膜的形成质量有影响，经验证明倾斜度以150左右为宜。在蛋白形成单分子膜时，溶液中的核酸分子也同时分布于蛋白质基膜中间，并略受蛋白质肽链的包裹。理论计算及实验证明，当1mg的蛋白质展开成良好的单分子膜时，其面积约为1cm2，因而可根据最后形成的单分子膜面积的大小估计其好坏程度。如果面积过小，说明形成的膜并非单分子层，因而核酸就有局部或全部被膜包裹的危险，使整个核酸分子消失或反差变坏。
在单分子膜形成时整个装置最好用玻璃罩等物盖住，以防操作人员的呼吸和旁人走动等引起气流的影响以及灰尘等脏物的污染。另外，在展开溶液中可适量加入一些与核酸量相差不过悬殊的指示标本，如烟草花叶病病毒等，以利于鉴定单分子膜的展开及后面转移的好坏。
③单分子膜形成后，用电镜镊子取一覆有支持膜的载网，使支持膜朝下，放置于离单分子膜前沿1cm或距载玻片0.5cm的膜表面上，并用镊子即刻捞起，单分子膜即吸附于支持膜上。多余的液体可用小片滤纸吸去，也可将载网直接漂浮于无水乙醇中10-30s。
④将载有单分子膜的载网置于10-3-10-5mol/L的醋酸铀乙醇溶液中染色约30s（此步可在用乙醇脱水时同时进行），或用旋转投影的方法将金属喷镀于核酸样品的表面。也可将二种方法结合起来，在染色后再进行投影，其效果有时比单独使用一种方法更好一些。
5.观察
将载有样品的铜网置于透射电镜中进行观察。
（二） 扫描电镜微生物样品的制备及观察
扫描电镜观察时要求样品必需干燥，并且表面能够导电。因此，在进行扫描电镜微生物样品制备时一般都需采用固定、脱水、干燥及表面镀金等处理步骤。
1.固定及脱水
生物样品的精细结构易遭破坏，因此在进行制样处理和进行电镜观察前必需进行固定，以使其能最大限度地保持其生活时的形态。而采用水溶性、低表面张力的有机溶液如乙醇等对样品进行梯度脱水，也是为了在对样品进行干燥处理时尽量减少由表面张力引起的其自然形态的变化。
将处理好的、干净的盖玻片，切割成4-6mm2的小块，将待检的较浓的大肠杆菌悬浮液滴加其上，或将菌苔直接涂上，也可用盖玻片小块粘贴菌落表面，自然干燥后置光学显微镜镜检，以菌体较密，但又不堆在一起为宜；标记盖玻片小块有样品的一面；将上述样品置于1%-2%戊二醛磷酸缓冲液（pH7.2左右）中，于40度冰箱中固定过夜。次日以0.15%的同一缓冲液冲洗，用40%、70%、90%和100%的乙醇分别依次脱水，每次15min。脱水后，用醋酸戊脂置换乙醇。
另一种与之类似的样品制备方法是采用离心洗涤的手段将菌体依次固定及脱水，最后涂布到玻片上。其优点是：①在固定及脱水过程中可完全避免菌体与空气接触，从而可最大程度地减少因自然干燥而引起的菌体变形；②可保证最后制成的样品中有足够的菌体浓度，因为涂在玻片上的菌体在固定及干燥过程中有时会从玻片上脱落；③确保玻片上有样品的一面不会弄错。
2.干燥
将上述制备的样品置于临界点干燥器中，浸泡于液态二氧化碳中，加热到临界点温度（31.40，72.8个大气压）以上，使之气化进行干燥。
样品经脱水后，有机溶剂排挤了水分，侵占了原来水的位置。水是脱掉了，但样品还是浸润在溶剂中，还必需在表面张力尽可能小的情况下将这些溶剂“请”出去，使样品真正得到干燥。目前采用最多、效果最好的方法是临界点干燥法。其原理是在一装有溶液的密闭容器中，随着温度的升高，蒸发速率加快，气相密度增加，液相密度下降。当温度增加到某一定值时，气、液二相密度相等，界面消失，表面张力也就不存在了。此时的温度及压力即称为临界点。将生物样品用临界点较低的物质置换出内部的脱水剂进行干燥，可以完全消除表面张力对样品结构的破坏。目前用得最多的置换剂是二氧化碳。由于二氧化碳与乙醇的互溶性不好，因此样品经乙醇分级脱水后还需用与这两种物质都能互溶的“媒介液”醋酸戊脂置换乙醇。
3.喷镀及观察
将样品放在真空镀膜机内，把金喷镀到样品表面后，取出样品在扫描电镜中进行观察。
